Антифибротическое действие плацентарных мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток при фиброзе печени
Аннотация
К развитию фиброза печени приводит большое количество хронических заболеваний печени, таких как хронические вирусные гепатиты, алкогольная интоксикация, первичный склерозирующий холангит, аутоиммунные гепатиты и другие. В патогенезе развития фиброза печени на фоне действия этиологического фактора ведущее значение отводится активации перисинусоидальных клеток печени Ито с последующей их дифференцировкой в миофибробластоподобные клетки, которые являются центральными регуляторами фиброгенеза. В настоящем исследовании проводится аллогенная трансплантация мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток (ММСК), выделенных из плаценты животным с фиброзом печени. Эти клетки способны к синтезу ряда факторов, которые потенциально можно рассматривать как антифиброгенными.
Цель исследования – оценка возможности использования плацентарных мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток для лечения фиброза печени.
Методика. Эксперименты выполнены на 40 мышах самцах в возрасте 8-10 недель. Фиброз моделировали путем внутрибрюшинного введения тетрахлорметана в количестве 2 мкл/г веса животного в течение 6 недель 2 раза в неделю. Далее животные, у которых был индуцирован фиброз печени, были разделены на основную группу и группу сравнения. Основная группа — мыши, которым однократно внутривенно вводили ММСК в количестве 1×10⁶ клеток/мышь в 0,2 мл. Группу сравнения составили мыши, которым после моделирования фиброза не вводили клетки. Через 5 недель после моделирования фиброза печени производилась оценка эффективности проводимой терапии. Выделение культуры плацентарных ММСК осуществлялось из хориона плаценты согласно методу А.С. Тепляшина с соавт. 2004. Жизнеспособность выделенных клеток оценивали с помощью 7-AAD. Для оценки тяжести фиброза использовалась шкала METAVIR. Количественный анализ содержания коллагена в печени проводили с использованием набора Picro Sirius Red Stain Kit. В гистологическом препарате печени проводилось определение количества MMP9, MMP13, TIMP1, α-SMA положительных клеток, CD45 положительных клеток. В гомогенате печени оценивалось содержание факторов роста HGF и TGF-β , Pro-Collagen I alpha 1 β. В сыворотке крови определялись уровни провоспалительных цитокинов: интерлейкина-1β, фактора некроза опухоли-α. Полученные данные обрабатывались вариационно-статистическим методом с использованием t-критерия Стьюдента. При отсутствии нормальности распределения статистическую значимость различий определяли, используя непараметрический критерий Манна-Уитни (U). Различия считали статистически значимыми при p<0,05.
Результаты. Через 5 недель после моделирования фиброза печени на фоне трансплантации ММСК отмечено снижение активности фиброза по шкале METAVIR на 50 %. Трансплантация ММСК сопровождалась уменьшением содержания CD 45+ клеток в печени. Это приводило к снижению уровня провоспалительных цитокинов в сыворотке крови. Введение ММСК также сопровождалось уменьшением площади соединительной ткани на 33,1 %. Площадь гистологического препарата, окрашенного на α-SMA, а также количество α-SMA положительных клеток после введения ММСК сократилась на 28,3 % и на 31,0 % соответственно. Введение ММСК привело к снижению количества MMP9 и увеличению MMP13 продуцирующих клеток, уменьшению количества TIMP1 положительных клеток. Также выявлено снижение уровня TGF-β, увеличение HGF в печени. При анализе биохимических показателей сыворотки получено, сто введение ММСК привело к снижению активности трансаминаз, восстановлению белковосинтетической функции печени, снижение уровня общего билирубина.
Заключение. Полученные результаты свидетельствуют о высоком терапевтическом потенциале плацентарных ММСК. Использование ММСК, выделенных из хориона плаценты, можно рассматривать как перспективный неоперативный способ лечения фиброза печени.
Скачивания
Литература
2. LV Y-F., Xie Ch-Sh., Liu Z-X., et al. Sevelamer reverses liver fibrosis by deactivation of hepatic stellate cells. Biochemical Pharmacology. 2024; 8:116121. doi: 10.1016/j.bcp.2024.116121.
3. Beeravolu N., McKee C., Alamri A., et al. Isolation and characterization of mesenchymal stromal cells from human umbilical cord and fetal placenta. J. Vis. Exp. 2017; 3(122):55224 1–13. DOI: 10.3791/55224.
4. Stamatopoulos A., Stamatopoulos T., Gamie Z., et al. Mesenchymal stromal cells for bone sarcoma treatment: Road to clini8cal practice. J Bone Oncol. 2019; 19:16:100231. doi: 10.1016/j.jbo.2019.100231.
5. Peng Y-Q., Wu Z-C., Xu Z-B., et al. Mesenchymal stromal cells-derived small extracellular vesicles modulate DC function to suppres Th2 responses via IL-10 in patient with allergic rhinitis. Eur J Immunol. 2022; 52(7):1129-1140. doi: 10.1002/eji.202149497.
6. Li W., Jiang H., Feng J.-M. Isogenic mesenchymal stem cells transplantation improves a rat model of chronic aristolochic acid nephropathy via upregulation of hepatic growth factor and downregulation of transforming growth factor β1, Mol Cell Biochem. 2012; 368(1-2): 137-45. doi: 10.1007/s11010-012-1352-5.
7. El-Derany M.O., Said R.S., El-Demerdash E. Bone Marrow-Derived Mesenchymal Stem Cells Reverse Radiotherapy-Induced Premature Ovarian Failure: Emphasis on Signal Integration of TGF-β, Wnt/β-Catenin and Hippo Pathways. Stem Cell Rev Rep. 2021; 17(4):1429-1445. doi: 10.1007/s12015-021-10135-9.
8. Moslem M., Valojerdi R.M., Pourmasr B., et al. Therapeutic potential of human induced pluripotent stem cell-derived mesenchymal stem cells in mice with lethal fulminant hepatic failure. Cell Transplant. 2013; 22(10):1785-99. doi: 10.3727/096368912X662462.
9. Xu Z., He B., Jiang Y., et al. Igf2bp2 knockdown improves CCl4-induced liver fibrosis and TGF-β-activated mouse hepatic stellate cells by regulating Tgfbr1. Int Immunopharmacol. 2022; 110:108987. doi: 10.1016/j.intimp.2022.108987.
10. Maruyama M., Rhee C., Utsunomiya T., et al. Modulation of the Inflammatory Response and Bone Healing. Front Endocrinol (Lausanne). 2020; 11;11:386. doi: 10.3389/fendo.2020.00386.
11. Маклакова И.Ю., Ястребов А.П., Гребнев Д.Ю. Изменение морфометрических и цитологических показателей селезенки при острой кровопотере на фоне введения стволовых клеток. Успехи геропнтологии. 2015; 28(2): 218-221.
12. Arai Y., Lee S.-H. MMP12-Overexpressing Mesenchymal Stem Cella EnHance Bone Tissue Formation in the Presence of Collagen Hydrogel. Tissue End Regen Med. 2023; 20(3):461-471. doi: 10.1007/s13770-023-00535-y.
13. Hakki S. Bozkurt B.S., Hakki E.E., et al. SDF-1 modulates periodontal ligament-Mesenchymal Stem Cells (pdl-MSCs). J Periodontal Res. 2021; 56(4):774-781. doi: 10.1111/jre.12876.
14. Гребнев Д.Ю., Маклакова И.Ю., Ястребов А.П. Перспектива использования стволовых клеток для активации кроветворения у условиях возрастно инволюции на фоне воздействия ионизирующего излучения. Успехи геронтологии. 2014; 27(2):348-352.
15. Zhang X., Sharma P., Maschmeyer P., et al. GARP on hepatic stellate cells is essential for the development of liver fibrosis. Hepatol. 2023; 79(5):1214-1225. doi: 10.1016/j.jhep.2023.05.043.
16. Dhar D., Baglieri J., Kisseleva T., et al. Mechanisms of liver fibrosis and its role in liver сancer. Exp Biol Med. 2020; 245(2):96-108. https://doi.org/10.1177/153537021989
17. Roehien N., Crouchet E., Baumert T.F. Liver Fibrosis: Mechanistic Concepts and Therapeutic Perspectives. Cells. 2020; 3:9(4):875. doi: 10.3390/cells9040875.
18. Krenkel O., Puengel T., Govaere O., et al. Therapeutic inhibition of inflammatory monocyte recruitment reduces steatohepatitis and liver fibrosis. Hepatology. 2018; 67(4):1270-1283. doi: 10.1002/hep.29544.








