Фотоактивация цитохром с-оксидазной активности митохондрий печени японского перепела терапевтическими дозами синего и красного светодиодного облучения

  • Александр Евгеньевич Донцов ФГБУН «Институт биохимической физики им. Н.М. Эмануэля» РАН, 119934, г. Москва, Россия, ул. Косыгина, д. 4
  • Наталья Борисовна Сережникова ФГБУН «Институт биохимической физики им. Н.М. Эмануэля» РАН, 119934, г. Москва, Россия, ул. Косыгина, д. 4; ФГБОУВО «Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова», 119991, г. Москва, Россия, Ленинские горы, д. 1, стр. 12
  • Лариса Сергеевна Погодина ФГБОУВО «Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова», 119991, г. Москва, Россия, Ленинские горы, д. 1, стр. 12
  • Тамара Сергеевна Гурьева ФГБУН ГНЦ РФ «Институт медико-биологических проблем» РАН, 123007, г. Москва, Россия, Хорошёвское шоссе, 76 А
  • Павел Павлович Зак ФГБУН «Институт биохимической физики им. Н.М. Эмануэля» РАН, 119934, г. Москва, Россия, ул. Косыгина, д. 4
Ключевые слова: митохондрии, цитохром с-оксидазная активность, фотобиомодуляция, светодиодное облучение, синий свет

Аннотация

Цель исследования — выяснение влияния синего (450 нм) и красного (630 нм) светодиодного облучения различной энергетической экспозиции на активность митохондриальной цитохром с-оксидазы. Методики. Объектом исследования служили митохондрии, изолированные из печени японского перепела Coturnix japonica. Цитохром с-оксидазную активность измеряли по скорости окисления восстановленного тетраметил-р-фенилендиамина в присутствии ротенона. Результаты. Показано, что облучение митохондрий синим светом с энергетическими экспозициями, не превышающими 4 Дж/см² вызывает примерно 5—15-процентную стимуляцию активности цитохром с-оксидазы, а дозы больше 5 Дж/см² приводят к ингибированию активности фермента. Облучение митохондрий красным светом также оказывает стимулирующее действие (10—20%) на цитохром с-оксидазную активность по сравнению с необлученными образцами. Заключение. Предполагается, что низкодозовое облучение синим светом может иметь сходное с красным светом терапевтическое действие при фотобиомодуляции.

Скачивания

Данные скачивания пока не доступны.

Литература

1. Mester E., Spiry T., Szende B., Tota J.G. Effect of laser rays on wound healing. American Journal of Surgery. 1971; 122: 532-5.
2. Tang J., Du Y., Lee C.A., Talahalli R., Eells J.T., Kern T.S. Low-intensity far-red light inhibits early lesions that contribute to diabetic retinopathy: in vivo and in vitro. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2013; 54: 3681-90.
3. Geneva I.I. Photobiomodulation for the treatment of retinal diseases: a review. Int. J. Ophthalmol. 2016; 9(1): 145-52.
4. Albarracin R., Eells J., Valter K. Photobiomodulation protects the retina from light-induced photoreceptor degeneration. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2011; 52(6): 3582-92.
5. Qu C., Cao W., Fan Y., Lin Y. Near-infrared light protect the photoreceptor from light-induced damage in rats. Adv. Exp. Med. Biol. 2010; 664: 365-74.
6. Begum R., Powner M.B., Hudson N., Hogg C., Jeffery G. Treatment with 670 nm light up regulates cytochrome C oxidase expression and reduces inflammation in an age-related macular degeneration model. PloS ONE. 2013; 8(2): e57828.
7. Kirk D.K., Gopalakrishnan S., Schmitt H., Abroe B., Stoehr M., Dubis A., et al. Photobiomodulation reduces photoreceptor death and regulates cytoprotection in early states of P23H retinal dystrophy. Mechanisms for low-light therapy. SPIE BIOS. 2013; 8569: 1-9.
8. Ivandic B.T., Ivandic T. Low-level laser therapy improves vision in patients with age-related macular degeneration. Photomedicine and Laser Surgery. 2008; 26: 241-5.
9. Merry G.F. Munk M.R., Dotson R.S., Walker M.G., Devenyi R.G.. Photobiomodulation reduces drusen volume and improves visual acuity and contrast sensitivity in dry age-related macular degeneration. Acta Ophthalmol. 2017; 95(4): e270-7.
10. Tang J., Herda A.A., Kern T.S. Photobiomodulation in the treatment of patients with non-center-involving diabetic macular oedema. British Journal of Ophthalmology. 2014; 98(8): 1013-5.
11. Ivandic B.T., Ivandic T. Low-level laser therapy improves visual acuity in adolescent and adult patients with amblyopia. Photomedicine and Laser Surgery. 2012; 30: 167-71.
12. Ivandic B.T., Ivandic T. Low-level laser therapy improves vision in a patient with retinitis pigmentosa. Photomedicine and Laser Surgery. 2014; 32: 181-4.
13. Wu J., Seregard S., Algvere P.V. Photochemical damage of the retina. Surv. Ophthalmol. 2006; 51: 461-81.
14. Донцов А.Е., Зак П.П., Сережникова Н.Б., Погодина Л.С., Гурьева Т.С., Дадашева О.А. Активационное действие низкодозового синего облучения на внутриклеточный метаболизм ретинального пигментного эпителия японского перепела Coturnix japonica. В кн.: Материалы II Российского конгресса с международным участием «Пролиферативный синдром в биологии и медицине». Москва; 2016: 78-82.
15. Донцов А.Е., Воробьев И.А., Зольникова И.В., Погодина Л.С., Поташникова Д.М., Сережникова Н.Б., Зак П.П. Фотобиомодулирующее действие низкодозового светодиодного облучения синего диапазона (450 нм) на митохондриальную активность. Сенсорные Системы. 2017; 31(4): 311-20.
16. Кару Т.Й. Универсальный клеточный механизм лазерной биостимуляции: фотоактивация фермента дыхательной цепи цитохром-с-оксидазы. В кн.: Современные лазерно-информационные и лазерные технологии. Сборник трудов ИПЛИТ РАН. Москва; 2005: 131-43.
17. Hamblin M.R. Mechanisms and mitochondrial redox signaling in photobiomodulation. Photochem. Photobiol. 2018; 94: 199-212.
18. Karu T. Primary and secondary mechanisms of action of visible to near-Ir radiation on cells. J. Photochem. Photobiol. B: Biol. 1999; 49(1): 1-17.
19. Karu T.I., Pyatibrat L.V., Kolyakov S.F., Afanasyeva N.I. Absorption measurements of a cell monolayer relevant to phototherapy: reduction of cytochrome c oxidase under near IR radiation. J. Photochem. Photobiol. B: Biol. 2005; 81: 98-106.
20. Beirne K., Rozanowska M., Votruba M. Photostimulation of mitochondria as a treatment for retinal neurodegeneration. Mitochondrion. 2017; 36: 85-95.
21. Pastore D., Greco M., Passarella S. Specific helium-neon laser sensitivity of the purified cytochrome c oxidase. International Journal of Radiation Biology. 2000; 76(6): 863-70.
22. Eells J.T., Henry M.M., Summerfelt P., Wong-Riley M.T., Buchmann E.V., Kane M., Whelan N.T., Whelan H.T. Therapeutic photobiomodulation for methanol-induced retinal toxicity. PNAS. 2003; 100(6): 3439-44.
23. Sarti P., Forte E., Mastronicola D., Giuffrè A., Arese M. Cytochrome c oxidase and nitric oxide in action: molecular mechanisms and pathophysiological implications. Biochim. Biophys. Acta. 2012; 1817: 610-19.
24. Lane N. Cell Biology: Power games. Nature. 2006; 443: 901-3.
25. Buravlev E.A., Zhidkova T.V., Osipov A.N., Vladimirov Y.A. Are the mitochondrial respiratory complexes blocked by NO the targets for the laser and LED therapy? Laser Med. Sci. 2015; 30: 173-80.
26. Adar F., Yonetani T. Resonance Raman spectra of cytochrome oxidase. Evidence for photoreduction by laser photons in resonance with the Soret band. Biochim. Biophys. Acta. 1978; 502: 80-6.
27. Adar F., Erecinska M. Photoreduction titration of the resonance Raman spectra of cytochrome oxidase in whole mitochondria. Biochemistry. 1979; 18: 1825-9.
28. Ninnemann H., Butler W.L., Epel B.L. Inhibition of respiration and destruction of cytochrome A3 by light in mitochondria and cytochrome oxidase from beef heart. Biochim. Biophys. Acta. 1970; 205(3): 507-12.
29. Salet C., Passarella S., Quagliariello E. Effect of selective irradiation on mammalian mitochondria. Photochem. Photobiol. 1987; 45(3): 433-8.
30. Мосолова И.М., Горская А.И., Шольц И.Ф. Выделение интактных митохондрий из печени крыс. Методы современной биохимии. М.: Наука; 1975: 45-7.
31. Papa S., Guerrieri F., Izzo G., Boffoli D. Mechanism of proton translocation associated to oxidation of N-tetramethyl-p-phenylenediamine in rat liver mitochondria. FEBS Let. 1983; 157(1): 15-20.
Опубликован
2018-10-05
Как цитировать
Донцов А. Е., Сережникова Н. Б., Погодина Л. С., Гурьева Т. С., Зак П. П. Фотоактивация цитохром с-оксидазной активности митохондрий печени японского перепела терапевтическими дозами синего и красного светодиодного облучения // Патологическая физиология и экспериментальная терапия. 2018. Т. 62. № 3. С. 25–30.
Раздел
Оригинальные исследования